干细胞电转缓冲液怎么选？电转杯间距与参数影响

干细胞电转应该选择什么缓冲液？1mm、2mm和4mm电转杯有什么区别？为什么使用相同电压和脉冲宽度，更换电转杯或缓冲液后，细胞存活率和转染效率却明显变化？

对于正在开展诱导多能干细胞（iPSC）、间充质干细胞（MSC）、CD34+造血干/祖细胞以及其他原代细胞转染的实验室来说，电转缓冲液和电转杯是影响实验结果的重要因素。

一些实验人员在参数优化时，重点关注电压、脉冲宽度和脉冲次数，却忽略了缓冲液离子组成、渗透压、电极间距和样品体积。实际上，即使电穿孔仪设置完全相同，只要这些条件发生变化，细胞实际接受的电刺激就可能不同。

本文结合公开发表的MSC方波电转研究以及电转缓冲液相关实验数据，分析缓冲液、电导率、电转杯间距与细胞存活率之间的关系，并介绍如何判断实验条件是否适配。

一、为什么干细胞电转必须关注缓冲液？

电转缓冲液并不只是用于重悬细胞的液体，还参与构成电脉冲作用时的实际电学环境。

当电穿孔仪向细胞悬液施加电脉冲时，缓冲液中的离子组成和电导率会影响电流、能量输入及相关电刺激过程。

与此同时，缓冲液的渗透压、pH和其他化学组成也会影响细胞状态。

1. 电导率影响实际放电条件

电导率反映溶液传导电流的能力，与离子种类、浓度及温度等因素有关。

如果电转缓冲液的离子组成发生明显变化，即使设备使用相同的设定电压，也可能产生不同的电流和实际放电表现。

例如，使用高盐浓度的DNA储存液，或者向电转样品中加入较大体积的高盐核酸原液，都可能改变整个样品体系的电导率。

在特定设备和条件下，这种变化还可能增加异常放电或样品温升风险。

但需要注意，不能简单认为电导率越低，细胞存活率就一定越高。 缓冲液的离子组成、电脉冲能量和细胞类型需要一起评价。

2. 渗透压影响细胞状态

渗透压与溶液中溶质颗粒的总量有关，直接影响细胞膜内外的水分交换。

不同渗透压环境可能导致细胞发生体积变化，并影响电转处理期间的膜通透性和恢复状态。

部分电转研究采用经过调整的低渗缓冲液改善核酸递送，但这种结果必须放在特定实验条件下理解。

对于iPSC、MSC和CD34+等细胞，不建议未经验证就通过任意加水或减少盐分来改变电转缓冲液。

3. 缓冲液还涉及pH与离子组成

除了电导率与渗透压，缓冲液的pH、钾离子、钠离子、镁离子以及其他组分，也可能影响细胞对电脉冲的响应。

因此，实验人员需要记录完整的缓冲体系，而不是只写“使用PBS”或“使用电转液”。

二、公开研究中，缓冲液对MSC转染效率有什么影响？

2013年，Liew等人在Human Gene Therapy Methods发表了《Robust, Efficient, and Practical Electrogene Transfer Method for Human Mesenchymal Stem Cells Using Square Electric Pulses》，研究了人MSC方波电转中的缓冲体系和质粒DNA浓度。

研究人员使用骨髓及脂肪来源的人间充质干细胞，通过方波电穿孔导入pCMV-GFP质粒DNA。

1. 原研究使用的基础条件

研究发现，在指定条件下，提高质粒DNA浓度并调整S-MEM缓冲体系的渗透压，可以改善人MSC的基因递送表现。

2. 改变渗透压后，实验结果如何？

研究人员将S-MEM与水按照特定比例调整，采用论文所述的S-MEM加40%水体系，降低电转缓冲液渗透压。

在结合质粒浓度优化后，研究获得了较高的GFP转染阳性率，同时保持了约70%的细胞存活水平。

论文摘要报告，优化方案的转染效率超过80%，部分实验中可检测到持续较长时间的转基因表达。

但这些结果来自具体MSC来源、质粒DNA、方波程序和缓冲条件的联合优化。

不能将“S-MEM加40%水”直接当成所有干细胞的通用电转液配方，更不能把这一研究结果应用于未经验证的iPSC、CD34+或其他细胞。

3. 为什么这项研究有参考价值？

这项研究说明，即使电脉冲设置不变，通过改变缓冲体系和递送物条件，也可能明显影响核酸递送结果。

因此，如果实验室已经建立了相对稳定的方波程序，但转染效率始终不理想，缓冲液适配性值得作为一个独立变量进行检查，而不是每次都继续提高电压。

三、电导率越低，干细胞电转效果就越好吗？

不能这样判断。

2020年，Sherba等人在Scientific Reports发表《The effects of electroporation buffer composition on cell viability and electro-transfection efficiency》，系统分析了缓冲液组成、电脉冲能量、细胞活率及质粒转染效率之间的关系。

需要明确，这项研究使用的是NIH-3T3小鼠成纤维细胞，并不是干细胞。因此，其价值在于解释缓冲液相关电学机制，而不是直接提供干细胞推荐配方。

1. 研究比较了不同电导率及离子组成

研究采用HEPES缓冲体系，以不同盐类调节电导率，并利用蔗糖或海藻糖调节渗透压。

其中包括500μS/cm和2000μS/cm等研究条件，并比较镁离子与钾离子缓冲体系的转染表现。

结果发现，缓冲液中的Mg²⁺与K⁺组成可能分别影响细胞存活和质粒递送效率。

在该研究体系中，含Mg²⁺缓冲液在部分电脉冲条件下有利于维持细胞存活，但可能降低质粒电转效率。

这一结果说明，缓冲液优化需要平衡不同指标，而不是只追求较低的电导率。

图1：不同离子组成缓冲液中，细胞存活率随电脉冲能量变化的关系。图源：Sherba等，Scientific Reports，2020，图1，CC BY 4.0，原图未修改。研究对象为NIH-3T3成纤维细胞，并非干细胞实测。

2. 对干细胞参数优化有什么启示？

这类研究提醒实验人员，电转缓冲液不能只用“高盐”或“低盐”来评价。

应该同时核对：

• 缓冲液是否适合目标细胞；

• 离子组成和电导率是否与参考方案一致；

• 渗透压及pH是否处于经过验证的范围；

• 电脉冲能量与样品电学条件是否匹配；

• 是否同时记录递送效率和细胞存活率。

对于使用商业化专用电转液的实验室，通常应优先遵循配套操作方法，不建议随意添加盐、水或其他化学组分。

四、1mm、2mm和4mm电转杯有什么区别？

电转杯电极间距是理解电穿孔参数的重要因素。

实验中常见的电转杯间距包括1mm（0.1cm）、2mm（0.2cm）和4mm（0.4cm）。不同间距对相同电压下的名义电场强度具有直接影响。

图2：实验室电穿孔电转杯实物及电极结构。图源：Richard Wheeler（Zephyris）/ Wikimedia Commons，CC BY-SA 3.0，原图未修改。图片不代表三种不同间距的对比。

1. 电极间距为什么影响电场强度？

对于近似平行电极、均匀电场结构的电转杯，可以使用以下关系：

电场强度（V/cm）= 电压（V）÷ 电极间距（cm）

例如，假设电穿孔仪统一设置150V，不同电转杯对应的名义电场强度如下：

可以看出，在相同电压下，电极间距越大，名义电场强度越低。

因此，实验人员不能从1mm电转杯更换为4mm电转杯后，仍然认为原有电压对应相同的电刺激条件。

2. 相同电场强度需要多少电压？

如果仅从理论计算出发，假设目标名义电场强度统一为1500V/cm，那么不同平行电极杯对应的电压如下：

不同电极间距与名义电压换算

以1500V/cm为理论计算条件，不代表干细胞推荐电压

1mm

0.1cm

150V

2mm

0.2cm

300V

4mm

0.4cm

600V

图3：1mm、2mm和4mm平行电极杯在相同名义电场强度下的理论电压换算

特别注意：上述换算只是物理计算，不能作为不同电转杯之间直接复制实验参数的依据。

实际实验还需要考虑样品体积、缓冲液电导率、电极有效面积、脉冲波形及设备输出能力。改变电转杯后，应重新确认完整实验条件。

五、干细胞电转杯到底应该选择1mm、2mm还是4mm？

电转杯选择不能只依据细胞名称，更需要结合已有实验方案和样品条件。

例如，前文Liew等人的人MSC研究采用1mm电转杯，因此该文献中的1500V/cm场强应与1mm杯一起理解。

如果实验室计划使用2mm杯，需要先核对设备和缓冲体系是否允许调整，再开展实际验证，而不是只把电压乘以2。

同样，部分小鼠胚胎干细胞基因靶向研究采用4mm电转杯和指数衰减波程序，也不能直接认为4mm杯对所有干细胞都更加合适。

六、样品体积和气泡会影响电转结果吗？

会。电转杯除了电极间距以外，还有与实际样品体积相关的使用要求。

1. 样品体积应该与电转杯规格匹配

如果样品体积明显不足，可能无法满足电极杯正常放电和液体接触要求；如果超出耗材设计范围，则可能出现液体外溢或其他操作问题。

实验人员应根据电转杯厂家标注的工作体积与电极结构使用，不能仅凭外观看到电转杯较大，就随意改变样品体积。

同时，细胞总数不变而样品体积变化，也会改变细胞浓度和递送材料浓度。

2. 气泡可能增加异常放电风险

如果细胞悬液在电极附近形成明显气泡，可能影响局部电场分布和电极接触状态。

对于电转中出现异常放电的情况，应暂停操作并按照设备规范检查电转杯、样品体积、气泡及缓冲液条件。

使用黏度较高的质粒DNA原液时，还需要注意移液过程是否引入气泡。

3. 电转杯污染和电极状态

电极表面污染、耗材损坏、样品残留或重复使用不适合重复使用的耗材，都可能影响电转结果。

对于需要无菌培养的干细胞实验，应依据耗材规格选择适当的无菌电转杯，并遵守厂家使用要求。

七、干细胞电转打火、活率低，应该怎样排查？

如果电穿孔过程中出现异常放电、细胞死亡明显增加，或者不同批次实验结果波动较大，可以按照以下顺序检查。

如果发现缓冲液、电转杯或实际脉冲条件与上次成功实验不一致，应先明确变化来源，再决定是否需要重新开展参数筛选。

对于珍贵的原代干细胞样品，提前核对完整实验体系，通常比发生异常放电以后继续提高电压更有实际价值。

八、如何建立稳定的干细胞电转缓冲液与电转杯方案？

如果实验室需要长期开展MSC、iPSC或CD34+电转，建议将缓冲液与电转杯纳入固定实验记录。

第一步：确定完整的起始条件

记录细胞来源、培养状态、递送材料、缓冲液、设备型号、电转杯间距及完整电脉冲设置。

第二步：检查缓冲液与耗材适配

确认缓冲液符合已验证实验方案，电转杯能够匹配样品体积和设备输出范围，并检查核酸加入后是否改变样品体系。

第三步：比较递送效率和活率

在细胞状态及其他条件保持一致的情况下，比较有合理依据的缓冲液或电转杯条件。

建议分别记录递送效率、活细胞回收、放电表现和后续培养状态。

第四步：保存验证结果

当筛选得到适合特定细胞及设备的条件后，应保存完整方案，并通过独立批次确认重复性。

需要注意，成熟方案不只是一组电压和脉冲时间，还应该包括实际使用的缓冲液、耗材、细胞浓度、递送材料与培养恢复条件。

九、干细胞电转设备为什么需要样品电阻检测？

电转前的样品电阻可以为判断样品电学状态提供参考信息。

在电极结构和样品几何条件相同的情况下，缓冲液离子组成或浓度发生变化，可能引起电阻变化。

如果实验人员发现相同电转杯与样品体积下，预脉冲电阻明显偏离既有成功条件，可以优先检查缓冲液批次、核酸溶液、样品体积和电极状态。

但电阻检测不能直接告诉实验人员细胞是否一定存活，也不能代替电转后的生物学检测。

威尼德Gene Pulser 830方波电穿孔仪

威尼德V-leader Gene Pulser 830是一款面向哺乳动物、原代细胞及干细胞电转应用的方波电穿孔仪，可作为需要长期开展电转参数开发的实验室所评估的设备之一。

根据官网公开资料，该设备支持：

• 方波脉冲输出；

• 电压、脉冲时间与间隔参数设置；

• 1—99个脉冲组合；

• 实际电压、脉冲时间及波形显示；

• 预脉冲样品电阻测量；

• 电弧保护及异常安全放电；

• 600条实验方案存储；

• 100条历史记录查询。

对于需要比较缓冲液、脉冲条件与电转杯适配情况的实验室，这些功能有助于记录实验参数、检查实际输出以及排查异常放电。

图4：威尼德Gene Pulser 830方波电穿孔仪，点击图片查看产品详情。

需要注意，设备具有电阻测量及波形记录功能，不代表已经验证所有缓冲液或电转杯的兼容性。

如果实验室希望复现某项干细胞电转文献，应向厂家确认设备的实际电压和脉宽范围、电转座兼容性、耗材规格及是否已有相应样品的验证结果。

图5：Gene Pulser 830方波电穿孔仪侧前方展示，用于了解设备外观和操作界面。

十、干细胞电转缓冲液与电转杯常见问题

1. 干细胞电转可以直接使用PBS吗？

不能默认通用。部分实验可能采用PBS或其他缓冲体系，但不同细胞、设备和脉冲条件下的适用性存在差异。应优先依据对应的实验方案或设备厂家要求选择。

2. 电转缓冲液盐浓度越低越好吗？

不是。电导率、渗透压、离子组成及电脉冲条件共同影响实验结果。降低盐浓度可能改变放电状态，也可能改变细胞耐受性，不能作为普遍适用的优化方法。

3. 1mm电转杯可以换成2mm吗？

可以在设备和实验方案允许的情况下评估更换，但不能直接照搬电压。电极间距变化会改变名义电场强度，还应重新检查样品体积、缓冲体系和实际输出条件。

4. 为什么电压相同，换电转杯后效率不同？

不同电极间距对应不同的电场强度，电极结构和样品体积也可能改变实际放电条件。因此，相同电压不代表细胞受到相同电刺激。

5. 电转前电阻异常，一定是缓冲液有问题吗？

不一定。电阻变化还可能与样品体积、核酸溶液、电极接触、气泡或耗材状态有关，需要结合完整实验条件排查。

6. 电转杯间距越小，转染效率就越高吗？

不能这样判断。较小间距在相同电压下产生更高的名义电场强度，但过强的电刺激也可能增加细胞损伤。转染效率应与存活率和实验终点共同评价。

十一、干细胞电转缓冲液及电转杯如何咨询选型？

如果实验室正在开展干细胞电转或准备采购电穿孔仪，建议提前准备以下信息：

• 细胞类型：iPSC、MSC、CD34+或其他干细胞；

• 细胞来源、传代次数及电转前活率；

• 递送材料：质粒DNA、mRNA、Cas9 RNP等；

• 现有电转缓冲液及其配套体系；

• 电转杯间距：1mm、2mm、4mm或其他规格；

• 样品体积、细胞数量及核酸加入量；

• 当前电压、脉宽、脉冲次数及间隔；

• 是否发生异常放电、电阻异常或细胞死亡；

• 现有转染效率、活率及后续培养结果。

例如，实验室可以说明：“目前使用人骨髓来源MSC进行质粒DNA电转，使用1mm电转杯和指定缓冲液，转染阳性率尚可，但细胞活率偏低，希望核对缓冲液与方波参数是否适配。”

如果还在确定设备与耗材，也可以明确说明：“目前准备进行干细胞电转，希望确认电穿孔仪是否支持现有1mm、2mm电转杯，以及能否查看实际波形和样品电阻。”

这些信息能够帮助设备技术人员判断问题主要来自缓冲液、电转杯、电脉冲设置还是细胞样品条件。

如果需要进一步了解为什么不能直接照搬其他实验室参数，可阅读《复制电穿孔参数为什么失败？电转染与电转化条件差异解析》。

如果需要建立长期可重复的电转实验记录，可参考《基因编辑电转为什么要重视实验可追溯性？》。

威尼德V-leader可根据客户提供的干细胞类型、缓冲液、耗材规格及实验目标，协助沟通方波电穿孔仪的参数控制能力、兼容性和实验验证需求。

咨询电转缓冲液与电转杯查看电穿孔仪产品

威尼德生物科技（北京）有限公司
技术咨询电话：15532415159

参考资料及图片来源

1. Liew A, André FM, Lesueur LL, et al. Robust, Efficient, and Practical Electrogene Transfer Method for Human Mesenchymal Stem Cells Using Square Electric Pulses. Human Gene Therapy Methods. 2013;24(5):289-297.

2. Sherba JJ, Hogquist S, Lin H, et al. The effects of electroporation buffer composition on cell viability and electro-transfection efficiency. Scientific Reports. 2020;10:3053. 图1，CC BY 4.0，原图未修改。

3. Avoiding the side effects of electric current pulse application to electroporated cells in disposable small volume cuvettes assures good cell survival. 2017.

4. Richard Wheeler（Zephyris）. Electroporation Cuvettes. Wikimedia Commons，CC BY-SA 3.0，原图未修改。

5. 威尼德V-leader Gene Pulser 830方波电穿孔仪产品资料。

技术说明：本文所引用的MSC电转参数及缓冲液研究条件来自第三方公开文献，不代表威尼德设备的干细胞实测结果。非干细胞研究数据仅用于说明电转缓冲液的相关机制，不能直接作为干细胞实验参数。电转杯间距换算属于理论计算，不能替代实际样品验证。本文内容用于科研技术交流。