悬浮细胞电转不稳定？结团、放电与批次排查

悬浮细胞电转不稳定，为什么不能只调整电压？

悬浮细胞电转广泛用于基因功能研究、蛋白表达、免疫细胞研究及部分基因编辑实验。常见研究对象包括Jurkat、K562、HL-60等悬浮细胞系，以及CHO、HEK293等经过悬浮培养适应的细胞。

在实际实验中，研究人员可能遇到这样的情况：同一台电穿孔仪使用相同的设置参数，上一批细胞转染结果正常，下一批却出现表达下降、细胞死亡增多，甚至电转杯放电异常。

这类问题不一定由设备输出造成。悬浮细胞的培养状态、细胞结团、样品浓度、缓冲液组成、递送材料及恢复培养，都可能影响最终结果。

悬浮细胞电转的关键，是保持细胞制备和放电条件的一致性，在此基础上比较转染效率、细胞活率和有效细胞回收数量。

一、哪些细胞属于悬浮细胞？能共用电转参数吗？

悬浮细胞通常指在适当培养条件下，主要以悬浮状态生长的细胞。它们可以是天然以悬浮方式培养的细胞系，也可以是经过悬浮培养适应的细胞。

不同悬浮细胞在细胞大小、生长特征、代谢状态和对电脉冲的响应方面可能存在差异，因此不能只根据培养方式判断电转条件。

例如，Jurkat和K562虽然都属于悬浮细胞，但不能因此认为两者具有相同的最佳电压、脉宽或恢复培养条件。

同样，贴壁培养的CHO细胞与经过悬浮适应的CHO细胞，也不能直接按照完全相同的制样方法处理。

选择电转条件时，应确认具体细胞株、培养方式、递送材料、设备型号、电转杯及缓冲体系，而不是套用所谓的“悬浮细胞通用参数”。

图1：悬浮状态CHO细胞显微镜照片，用于展示细胞形态，不代表威尼德电转测试结果。作者：Jamiri；来源：Wikimedia Commons；CC BY-SA 3.0授权，原图未修改。查看及下载原图｜图片来源｜授权说明

二、悬浮细胞结团，会影响电转结果吗？

细胞结团是悬浮培养中需要关注的现象之一，但结团并不一定意味着细胞状态异常。

部分悬浮细胞具有自然聚集的特点，其他细胞则可能因为培养条件变化、细胞死亡增加或样品处理不当而出现异常团聚。

因此，研究人员首先需要判断：当前结团情况是否符合该细胞株正常培养时的表现。

1. 结团可能影响细胞计数

如果细胞形成明显聚集，自动细胞计数仪或人工计数可能难以准确区分单个细胞。

当实际细胞数量与计数结果存在偏差时，即使按照相同的名义细胞浓度配制电转样品，不同实验组中真实投入的细胞数量也可能不同。

因此，电转前应检查细胞悬液的分散程度，确认所用计数方法适合当前样品，并记录异常团聚情况。

2. 结团可能影响样品均一性

如果细胞悬液没有充分而温和地混匀，不同取样位置中的细胞数量可能不一致。

例如，同一管细胞悬液分装到多个电转杯时，如果细胞已经沉降或形成明显聚集，各杯中的实际细胞数量可能产生差异。

这会增加后续结果解释的难度。

3. 不建议通过剧烈吹打强行处理所有结团

如果发现明显结团，应先查明细胞株特点、培养状态及结团原因。

对于适合分散处理的样品，可以参考经过验证的操作流程进行温和重悬；对于本身具有聚集生长特征的细胞，应根据相应培养要求处理。

不能认为吹打越剧烈、细胞越分散，电转效果就一定越好。过度机械处理也可能增加细胞损伤。

图2：悬浮培养中的细胞聚集体共聚焦显微镜图像，用于说明细胞聚集现象，不代表某种细胞的电转损伤结果。作者：Antobattisti；来源：Wikimedia Commons；CC BY-SA 4.0授权，原图未修改。查看及下载原图｜图片来源｜授权说明

三、培养密度与电转时的细胞浓度，是一回事吗？

不是。这两个概念需要分开。

培养密度指细胞在培养体系中的数量浓度，与细胞株的生长条件及培养管理有关。

电转样品中的细胞浓度则指细胞进入电转体系时的实际浓度，需要结合电转杯体积、缓冲体系及实验方案判断。

例如，一种细胞在某个培养密度下生长良好，并不代表可以直接以相同浓度加入电转杯。

电转样品中的细胞数量与浓度，还可能影响样品的电学特性、分子递送表现和细胞存活。

因此，在不同批次之间比较实验结果时，应分别记录培养密度和实际电转样品浓度，不能将二者混为一谈。

四、悬浮细胞电转为什么容易出现放电异常？

放电异常是悬浮细胞电转中需要及时处理的问题。典型表现包括电弧、异常声音、设备报错或实际输出与预期不一致。

根据公开电穿孔研究，样品电导率、残留盐分、气泡、电转杯状态和电脉冲条件等因素，都可能影响放电过程。

1. 残留培养基或盐分影响样品电导率

悬浮细胞通常需要从培养体系转入适合电转的样品体系。如果原培养基或其他高盐溶液残留较多，可能改变最终样品的电导率。

在相同电极结构下，样品电导率变化会影响电流及电学负载，进而可能影响电脉冲输出、样品发热和细胞状态。

但是，不能简单理解为盐分越少越好。缓冲液中的离子组成、渗透压及其他成分也与细胞存活有关。

应按照经过验证的细胞电转流程选择缓冲体系，不应擅自用PBS、普通培养基或其他品牌的专用缓冲液替换。

2. 电转杯存在气泡或异常

样品装载时如果形成明显气泡，或电转杯、电极存在异常，都可能增加放电不稳定的风险。

因此，放电前应检查电转杯是否符合设备要求，并按照厂家说明确认样品装载状态。

3. 样品电阻变化需要结合实验条件解释

部分电穿孔设备提供预脉冲电阻测量功能，可以帮助研究人员了解样品在放电前的电学状态。

如果使用相同耗材及测量条件时，不同批次的电阻读数发生明显变化，应优先核查缓冲液、残留培养基、样品体积、细胞浓度和耗材状态。

但不能仅凭一次电阻读数就确定异常原因，也不能认为电阻正常就一定不会发生电弧。

出现放电异常时，应先停止重复尝试，按照设备说明书排查样品及耗材问题，不能在原因未明确时持续提高电压或强行放电。

五、同一组参数，为什么换一批悬浮细胞结果就不同？

如果设备设置完全相同，但细胞转染效率或活率出现波动，需要检查是否存在未记录的实验变量。

其中一个容易忽视的问题，是细胞分装与放电之间的操作差异。

如果不同实验组在制样完成后经历了不同的等待时间、温度条件或混匀方式，结果差异就不一定来自设置电压。

因此，在验证一组已知有效的电转方案时，应优先保持样品制备、分装、处理顺序和检测方法一致。

如果需要比较新的脉冲参数，应尽量只改变研究目标对应的变量，避免同时更换多个实验条件。

六、悬浮细胞电转效果，应该怎样正确评价？

对悬浮细胞而言，单纯提高荧光阳性率并不等于获得更好的综合实验结果。

尤其对于需要继续扩增、蛋白表达或开展功能研究的项目，实际获得的存活细胞数量可能直接影响后续实验。

如果实验只检测电转后存活细胞中的荧光阳性比例，就可能忽略处理过程中已经损失的细胞。

因此，建议同时记录电转前投入的活细胞数、电转后实际回收的活细胞数，以及目标表达或编辑结果。

阳性率统计需要明确检测群体及分母。对于需要长期培养的研究，还应观察细胞恢复与后续增殖情况。

七、悬浮细胞电转怎样建立稳定的实验记录？

想要减少不同批次实验结果的波动，除了保存仪器程序，还应建立包含细胞状态与样品条件的记录方式。

建议每次实验至少记录以下信息：

• 细胞名称、具体亚株、来源及传代情况。

• 培养密度、实验前细胞活率及团聚情况。

• 电转样品中的实际活细胞数量和总体积。

• 递送材料类型、质量及批次。

• 缓冲液、电转杯规格和相关耗材信息。

• 设置的波形、电压、脉冲时间、次数及间隔。

• 预脉冲电阻、实际输出及放电异常记录。

• 恢复培养、检测时间及最终实验结果。

实验条件确认后，可将已经验证的设备程序作为参考设置保存，但仍需要核对每次使用的细胞和样品条件。

当某一批次出现异常时，可以先比较最近一次成功实验的记录，确定差异，再有针对性地排查。

稳定的悬浮细胞电转流程，不只是重复相同电压，而是尽量保持细胞状态、样品体系、电脉冲和检测标准具有可比性。

八、悬浮细胞电转选择Gene Pulser 830还是X2？

对于以哺乳动物悬浮细胞方波电转为主要研究任务的实验室，可以了解威尼德Gene Pulser 830方波电穿孔仪。

Gene Pulser 830：重点开展细胞方波转染

根据威尼德官方产品资料，Gene Pulser 830面向包括Jurkat、K562、HL-60、HuT78等在内的悬浮细胞相关转染研究，具备以下功能：

• 方波脉冲输出，支持脉冲参数组合设置。

• 10寸触摸屏，显示实际电压、脉冲时间及波形曲线。

• 预脉冲电阻测量、电弧保护及自动安全放电。

• 支持保存600条实验方案和查询100条历史记录。

对于需要反复比较细胞电转条件的实验室，这些功能可以帮助研究人员记录设置参数、核对实际输出，并辅助分析不同批次之间的差异。

需要明确，830公开的CHO-K1等测试结果属于特定样品和条件下的参考数据，不能直接证明Jurkat、K562、HL-60等其他悬浮细胞能够获得同样的转染效率。

Gene Pulser X2：兼顾细胞电转与微生物电转化

如果实验室除悬浮细胞研究外，还需要开展细菌、酵母等微生物电转化，可以进一步了解Gene Pulser X2双波电穿孔仪。

Gene Pulser X2集成方波和指数衰减波两种输出系统，官网列有24种细胞株及菌株预设程序，其中包含K562、HL-60、Jurkat和HuT78等细胞。

但预设程序不等于对所有悬浮培养状态或递送材料都已经完成验证。

例如，不能因为设备具有CHO或293相关预设，就直接认定适合所有CHO-S、293-F及其他悬浮适应细胞的具体实验条件。

正式选型仍需核对完整脉冲参数、电转杯和缓冲体系的兼容性，并根据实际样品验证效果。

图3：威尼德Gene Pulser X2双波电穿孔仪官方产品图，仅展示设备外观，不代表本文进行了悬浮细胞电转测试。查看及下载产品原图｜查看X2技术参数

九、悬浮细胞电转常见问题

1. 悬浮细胞电转前需要进行胰酶消化吗？

天然以悬浮方式生长的细胞通常不需要像常规贴壁细胞那样通过胰酶消化进行收集。但具体处理方式应根据细胞株特点和验证流程确定，不能将悬浮培养的细胞一概而论。

2. 悬浮细胞结团，是不是一定影响转染效率？

不能一概而论。部分细胞存在自然聚集现象。需要重点检查结团是否影响细胞计数、取样均一性、细胞状态及后续检测，不应在没有实验依据时直接认定结团必然降低效率。

3. 悬浮细胞电转时出现电弧，是不是电压过高？

不一定。样品电导率、残留盐分、气泡、电转杯状态及其他放电条件都可能参与其中，应按设备说明书逐项检查。

4. 悬浮细胞能否直接使用培养基作为电转缓冲液？

不能直接认定可以。普通培养基和专用电转缓冲液的组成及电学特性可能不同。应依据实际细胞、电转设备及经过验证的实验方案进行选择。

5. 所有悬浮细胞可以使用同一组电转参数吗？

不能。Jurkat、K562、HL-60、CHO-S及293-F等细胞的特点和研究任务不同。具体条件需要结合样品、电转杯、缓冲液及递送材料分别确认。

6. 为什么相同程序的悬浮细胞电转结果仍然不稳定？

除了设备设置，还应核对细胞状态、团聚、计数、实际样品浓度、缓冲体系及检测方法。设备参数相同不代表所有生物学条件也相同。

十、悬浮细胞电转实验需求与设备咨询

如果您正在开展Jurkat、K562、HL-60、CHO或其他悬浮细胞电转实验，遇到表达不足、细胞活率下降、放电异常或批次结果不稳定等问题，可以结合现有实验条件与威尼德沟通设备功能及适配需求。

建议咨询时说明：

• 具体细胞株、培养方式及电转前细胞状态。

• 目前是否存在明显结团或细胞计数异常。

• 需要递送的质粒DNA、mRNA或其他材料。

• 已有参考方案的波形及完整脉冲条件。

• 电转杯规格、缓冲体系及相关耗材配置。

• 当前最需要解决的效率、活率、放电或重复性问题。

威尼德提供Gene Pulser 830方波电穿孔仪、Gene Pulser X2双波电穿孔仪等产品，可结合实验需求沟通设备参数、技术资料、配套耗材及采购报价。

对于尚未完成特定细胞验证的应用，应先确认设备和实验体系的适配性，不以其他细胞的测试数据代替实际验证。

查看产品：威尼德电穿孔仪产品中心

实验需求及报价咨询：威尼德官网在线留言

咨询电话：15532415159

如果还需要了解电转杯、缓冲液及设备附件的配套要求，可以阅读电转染系统怎么配？主机、耗材与缓冲液采购指南。

具体悬浮细胞电转条件及实验结果，应以对应细胞株、递送材料、设备配置和实际样品验证结果为准。

参考资料

1. Campillo-Davo D, et al. The Ins and Outs of Messenger RNA Electroporation for Physical Gene Delivery in Immune Cell-Based Therapy. Pharmaceutics, 2021.

2. 威尼德：电转染系统怎么配？主机、耗材与缓冲液采购指南

3. 威尼德Gene Pulser 830官方产品资料

4. 威尼德Gene Pulser X2官方产品资料