电转和脂质体转染区别：双质粒共转染怎么选？

电转和脂质体转染有什么区别？如果实验室同时需要把GFP质粒和另一份目的基因质粒导入同一个细胞，是继续使用脂质体转染，还是改用电穿孔更合适？为什么检测到GFP阳性的细胞很多，真正同时表达两个目标基因的细胞却很少？

对于单质粒瞬时表达实验，部分HEK293、HeLa等常规细胞系可以通过成熟的脂质体转染方案获得符合要求的结果。但当研究进入双质粒、三质粒或更多载体共转染阶段，实验目标就发生了变化。

此时，研究人员不仅希望DNA进入细胞，还希望同一个细胞同时获得并表达多个目标载体。因此，单纯比较GFP阳性率，可能无法回答哪种方法更适合当前项目。

本文重点比较电转与脂质体在多质粒共转染中的实际差异，结合A549细胞公开研究，说明如何评价共同表达、细胞损伤与有效细胞回收，并帮助实验室判断是否值得引入方波电穿孔仪。

一、电转和脂质体转染区别是什么？

电转与脂质体转染都属于常用的非病毒分子递送方法，但二者帮助核酸进入细胞的方式不同。

1. 脂质体转染：通过核酸与脂质载体形成复合物

脂质体或其他阳离子脂质转染试剂可以与核酸形成适当的转染复合物，通过细胞摄取及后续胞内运输过程完成递送。

这类方法通常不需要专门的高压电脉冲设备，对于已经建立成熟方案的部分常规贴壁细胞，操作比较方便。

但不同细胞、试剂和递送物组合的结果可能存在差异，并非所有细胞都适合采用相同的脂质体方案。

2. 电转染：通过可控电脉冲改变细胞膜通透性

电转染利用特定电脉冲改变细胞膜的通透状态，使质粒DNA、mRNA等外源分子获得进入细胞的机会。

其结果受到细胞状态、脉冲波形、强度、持续时间、电转缓冲液及电极结构等多方面影响。

电转能够为部分化学转染效果不理想的样品提供其他递送途径，但过强的电脉冲也可能影响细胞存活与恢复。

对于只有一个目的基因的普通转染实验，这些差异可能相对容易评价。但如果同一个细胞必须同时表达两个甚至更多目的基因，实验人员还需要关注共同表达比例。

二、为什么双质粒共转染不能只看GFP阳性率？

假设实验室同时使用GFP表达质粒和mCherry表达质粒。

转染以后，细胞可能出现四种情况：

双质粒转染后的四类细胞

GFP− / mCherry−

两种报告蛋白均未检测到表达

GFP+ / mCherry−

仅检测到GFP表达

GFP− / mCherry+

仅检测到mCherry表达

GFP+ / mCherry+

两种报告蛋白均检测到表达

图1：双质粒共转染后四种表达结果的简化分类，不代表实际实验数据。

如果研究目的是让GFP与mCherry在同一细胞内共同表达，那么只有第四种双阳性细胞符合这一表达条件。

例如，某次实验有50%的细胞呈GFP阳性，但其中很多细胞没有表达mCherry，那么50%的GFP阳性率并不能作为双质粒共同表达率。

因此，多质粒实验至少需要区分三项指标：表达任意一个目标的比例、同时表达全部目标的比例、最终回收的有效活细胞数量。

三、2025年公开研究如何比较电转与脂质体共转染？

Baliga等人在2025年发表于《Pharmaceutics》的研究《Electroporation- and Liposome-Mediated Co-Transfection of Single and Multiple Plasmids》中，比较了电转与Lipofectamine 2000对A549细胞进行质粒转染的结果。

该研究使用表达不同荧光蛋白的载体，包括eCFP、eGFP、mOrange和mCherry，并利用光谱流式细胞术检测表达情况。

研究分别考察了单质粒、三质粒和四质粒体系，重点比较不同DNA总量以及质粒种类数量对转染结果的影响。

1. 单质粒转染时，脂质体并不一定比电转差

该研究在未经专门优化的测试条件下，使用每100万个A549细胞加入2μg质粒DNA时，电转获得约3.7%的目的蛋白表达阳性率，而Lipofectamine 2000获得约12.4%。

研究人员明确指出，其目的不是将两种方法分别优化到较高效率，而是观察不同条件下的变化趋势。

因此，不能用这些数字推断电转通常只有3.7%的效率，也不能据此认定脂质体在所有细胞上都更有效。

2. 质粒种类增加以后，应关注全部目标共同表达

研究发现，多质粒递送时，即使存在表达至少一种报告蛋白的细胞，也不是所有表达阳性的细胞都能够同时表达全部目标。

在该A549实验中，随着参与转染的质粒种类增加，电转与脂质体方案均表现出共同表达比例下降的现象。

两种递送方式对DNA用量与单个目标表达水平的响应并不完全相同。

这说明，双质粒或多质粒实验不能只记录“总体转染阳性率”，还应该直接统计符合项目要求的共同表达细胞。

3. 增加质粒总量不一定能解决所有问题

对于单质粒实验，该研究发现电转后的表达比例随部分DNA投入量增加而变化，而Lipofectamine 2000条件下，继续增加DNA并没有带来同等程度的阳性率改善。

但增加DNA总量也可能改变细胞损伤程度及其他实验条件。

因此，多质粒实验中应同时区分两个变量：一是质粒种类的数量，二是加入的DNA总量。

如果一次同时增加质粒种类和DNA总量，后续结果往往更难解释。

四、两种转染方法的细胞损伤怎么比较？

同一篇2025年研究还使用乳酸脱氢酶（LDH）释放检测，评价不同转染条件下的细胞损伤。

研究结果显示，在其特定A549细胞、脂质试剂和电转条件下，部分脂质体转染组具有较高的LDH释放水平；随着DNA条件变化，两类方法的细胞损伤表现也发生变化。

图2：单质粒及多质粒条件下，电转与脂质体转染相关细胞损伤比较。来源：Baliga等，Pharmaceutics，2025，图4，原图未修改。查看原文与图片。

LDH释放反映特定条件下的细胞膜损伤或细胞毒性，并不能直接等同于所有时间点的活细胞数量。

如果实验室最终需要回收具有功能的活细胞，建议结合合适的活率检测、细胞计数和后续培养结果共同评价。

这项研究使用的是A549细胞和指定的转染条件，并不代表所有脂质体产品都比电转更容易损伤细胞，也不代表威尼德设备具有相同结果。

五、不同细胞类型，电转和脂质体的比较结果可能不同

2016年发表于《Scientific Reports》的另一项研究，将专门设计的连续流电穿孔装置与Lipofectamine 2000进行了对比。

对于相对容易转染的HEK-293A细胞，在其研究条件下，两种方法均能够获得约60%的GFP表达阳性率。

但当研究人员将目标换成HL-60和CCRF-CEM等细胞时，两种方法之间出现了不同的表现。

在该研究中，优化后的连续流电穿孔方案，在HL-60细胞中获得约30%的转染率，而脂质体对照低于10%；CCRF-CEM细胞的电转组约20%，脂质体对照约6%。

图3：HL-60和CCRF-CEM细胞中，连续流电穿孔与Lipofectamine 2000的GFP表达对比。来源：Zhao等，Scientific Reports，2016，图4，CC BY 4.0，原图未修改。查看原文。

需要注意，这项研究使用的是特殊的连续流电转装置，不是普通电转杯系统。其电压、结构、处理量和转染数据不能直接用于常规方波电穿孔仪。

两项研究共同说明：电转和脂质体转染没有适用于所有细胞与实验任务的固定优劣顺序，必须结合具体细胞和实验终点比较。

六、实验室怎样开展同批细胞的A/B对照？

如果需要判断现有脂质体方案是否值得更换，可以设计小规模对照，比较两种递送方法的有效结果。

对于双质粒表达研究，建议在实验能力和样品条件允许时，分别设置必要的对照。

还应根据试剂及设备要求，设置适用的试剂空白或假电转对照。

1. 尽量使用来源与状态相近的细胞

同批次实验有助于减少细胞来源造成的差异，但脂质体通常在培养体系中转染，而部分电转方案需要制备细胞悬液，因此二者不可能在所有操作条件上完全相同。

比较时应分别采用适合各自方法的规范流程，并确保检测时间、统计方式和实验终点具有可比性。

2. 分清总DNA量与每种质粒用量

如果同时递送两份质粒，建议记录每份质粒的具体用量和DNA总量。

比如两份质粒各占总DNA的一半，与保持原来每份质粒用量不变、使DNA总量翻倍，是两种不同的实验设计。

一次比较中不宜同时改变过多因素，否则无法判断结果变化来自递送方法还是DNA投入量。

3. 双荧光检测必须考虑光谱串色

流式细胞仪检测GFP和mCherry时，应采用与仪器及染料适配的单色对照、补偿或光谱拆分方法。

如果荧光通道没有正确区分，可能造成双阳性判断偏差。

对于真正需要两个功能蛋白共同表达的实验，还应根据研究需要进一步确认目的基因或蛋白的功能，而不是仅凭报告基因荧光推断全部生物学结果。

七、两种方法怎么比较？重点看有效双阳性活细胞数

对于需要共同表达的研究，建议除了计算活细胞中的双阳性率，还要记录实际回收的活细胞数量。

双阳性率＝活细胞中同时表达两个目标的细胞数 ÷ 检测的活细胞总数 × 100%

如果已经得到同一时间点的活细胞回收数量，还可以估算：

有效双阳性活细胞数＝回收活细胞总数 × 活细胞中的双阳性比例

下面以假设数据说明如何判断，不代表任何设备的实测结果。

在这个假设中，电转组的双阳性率更高，但脂质体组回收的活细胞更多，两种方法最终获得的双阳性活细胞数量十分接近。

如果只看50%与35%，可能会误以为电转组明显更适合实验。

因此，对于需要后续扩增、分选或功能检测的项目，建议以满足下游实验要求的有效细胞数量作为重要评价指标之一。

八、什么时候值得从脂质体转染转向电转？

如果实验室已经使用脂质体建立了稳定的双质粒表达方法，而且有效细胞数量、实验成本和重复性都满足需求，就没有必要仅仅为了更换技术而采购新的电转设备。

但如果出现以下情况，可以考虑进行电转方案验证：

• 单个报告基因阳性率尚可，但两个目标共同表达比例明显不足；

• 需要同时递送更多质粒，现有方法难以获得足够的多阳性细胞；

• 目标细胞为部分悬浮细胞、免疫细胞或原代细胞，化学转染方案持续不理想；

• 项目需要更换为mRNA、Cas9 RNP等其他递送材料；

• 实验需要系统比较不同脉冲条件下的递送和细胞恢复情况。

需要提醒的是，多质粒共同表达比例下降，不一定通过更换电转仪就可以完全解决。质粒之间的表达差异、DNA总量、细胞状态与检测方法也应同步核对。

九、开展双质粒共转染，电穿孔仪应该关注哪些功能？

如果经过初步验证，确定电转方法更符合项目需求，可以根据目标细胞类型、已有方案和实验规模选择设备。

Gene Pulser 830：用于方波细胞转染参数开发

威尼德Gene Pulser 830为方波电穿孔仪，主要面向CHO、HEK293、HeLa、A549及其他哺乳动物细胞的相关转染研究。

根据官网产品资料，设备支持设置脉冲强度、脉冲时间、次数和间隔，并具有实际波形显示、预脉冲电阻检测以及实验方案保存和历史记录查询功能。

对于需要比较双质粒共转染条件的实验室，这些功能有助于保存不同脉冲设置，并将实际放电记录与双阳性率及细胞回收结果对应起来。

图4：威尼德Gene Pulser 830方波电穿孔仪。查看产品原图。

图5：威尼德Gene Pulser 830方波电穿孔仪侧前方视图。查看产品原图。

需要特别说明，Gene Pulser 830具备方波输出及参数控制能力，不代表已经复现上述A549研究中所使用的电转装置，也不能将第三方论文的共转染效率当作该产品的实测数据。

是否适合当前双质粒实验，还需要核对细胞类型、质粒大小、现有条件、电转杯和缓冲体系。

十、电转和脂质体转染区别常见问题

1. 双质粒共转染，电转一定比脂质体效率高吗？

不一定。不同细胞和条件可能产生不同结果，需要比较同一个细胞是否表达全部目标质粒，以及实际活细胞回收数量。

2. GFP阳性率80%，是否意味着双质粒共转染成功率80%？

不能这样理解。GFP阳性只能说明对应报告蛋白被检测到表达，仍需要单独检测另一目标，并统计双阳性或全部目标共同表达的细胞比例。

3. 脂质体转染能否同时递送两个以上质粒？

可以在适当的细胞和试剂体系中进行多质粒转染，但需要分别验证表达结果，不能默认所有进入细胞的质粒都会共同表达。

4. 多质粒实验是不是DNA加入越多越好？

不是。增加DNA总量可能改变递送效果及细胞损伤情况，应根据目标细胞和对应方法进行验证。

5. HEK293细胞已经能用脂质体稳定转染，还需要买电转仪吗？

如果现有方法满足实验需要，不一定需要。可以在研究对象、递送材料或共同表达要求发生变化后，再判断是否值得增加设备。

6. 电转仪能够显示波形，就能知道双质粒共表达效率吗？

不能。波形记录反映电脉冲执行情况，双质粒表达仍需要合适的荧光、流式或其他生物学检测方法。

十一、双质粒共转染遇到问题，怎样向厂家咨询？

如果实验室目前正在比较电转与脂质体方法，或者脂质体能够获得单基因表达，却难以得到足够的双阳性细胞，建议先准备以下信息：

• 细胞类型：A549、HEK293、CHO、Jurkat、原代细胞或其他具体样品；

• 质粒信息：质粒数量、每个质粒大小、表达目标及实际加入量；

• 现有方法：脂质体品牌、试剂体系或目前使用的电转设备；

• 已有结果：各单阳性率、双阳性率、细胞活率及回收数量；

• 实验目标：瞬时表达、共同表达、筛选稳定细胞或后续功能研究；

• 设备需求：需要参数适配、设备演示、实验验证还是产品报价。

例如，可以直接描述：

“我们实验室使用A549细胞开展双质粒共转染，目前使用脂质体方法，单独表达GFP没有问题，但GFP和mCherry共同表达细胞比例较低。希望了解方波电转仪是否适合开展对照验证，需要准备哪些样品信息，以及Gene Pulser 830的设备配置与报价。”

这样有助于技术人员先了解实验真正需要提高的指标，再判断电转设备是否适合当前项目，避免仅根据单个阳性率推荐仪器。

如果还想了解难转染细胞为何需要考虑其他递送途径，可阅读《难转染细胞为什么更适合考虑电转染？》；如果尚未确定普通细胞转染是否需要采用电穿孔，可阅读《细胞转染什么时候用电穿孔？适用细胞与选择思路》。

威尼德生物科技（北京）有限公司可根据实验室提供的细胞类型、递送材料及现有结果，协助沟通方波电穿孔仪的功能适配、参数验证方向及设备采购需求。

咨询双质粒共转染方案查看方波电穿孔仪

威尼德生物科技（北京）有限公司
技术咨询电话：15532415159

参考文献与图片来源

1. Baliga UK, Gurunian A, Nogales A, et al. Electroporation- and Liposome-Mediated Co-Transfection of Single and Multiple Plasmids. Pharmaceutics. 2025;17(7):905. DOI: 10.3390/pharmaceutics17070905。图4来源。

2. Zhao D, Huang D, Li Y, et al. A Flow-Through Cell Electroporation Device for Rapidly and Efficiently Transfecting Massive Amounts of Cells in vitro and ex vivo. Scientific Reports. 2016;6:18469. DOI: 10.1038/srep18469。图4，CC BY 4.0。

3. A novel rapid and reproducible flow cytometric method for optimization of transfection efficiency in cells. 2017. 转染阳性率、活细胞门控和流式方法学参考。

4. 威尼德Gene Pulser 830方波电穿孔仪官方产品资料与图片。

科研及产品说明：本文引用的A549和HL-60等细胞实验属于独立公开研究，不代表威尼德产品实测结果。2016年的电转对照采用特殊连续流电穿孔系统，不能直接将其电压与效果推广到普通电转杯。2025年的多质粒实验主要比较单质粒、三质粒与四质粒条件，文中双质粒评价方案是对相关方法学的应用说明。不同细胞、载体、试剂与电脉冲方案需要分别验证，不保证某种方法始终具有更高的转染效率或细胞活率。